Tasas de absorción de nitrógeno y fósforo de diferentes especies de una comunidad de arrecifes de coral después de un pulso de nutrientes.

La escorrentía terrestre tras fuertes lluvias puede aumentar la concentración de nutrientes en las aguas que cubren los arrecifes de coral; de lo contrario, los niveles de nutrientes en estas aguas serán bajos.
Las mediciones de campo realizadas durante el evento de escorrentía mostraron un fuerte aumento de nitrato (75 veces) y fosfato (31 veces).
Concentración de amonio (3 veces)
Aguas sobre las rocas en el borde de la isla de Curaço (
Caribe Sur).
Para comprender cómo los organismos de los arrecifes de coral submarinos utilizan este pulso de nutrientes, determinamos la tasa de absorción de amonio, nitrato y fosfato de una especie de coral rica en estos nutrientes: las algas filamentosas, seis tipos de algas grandes y dos tipos de bacterias azules, que se encontraron en una serie de experimentos de laboratorio.
La tasa de absorción de nutrientes de los subgrupos funcionales es diferente.
Algas grandes y peludas.
Las algas de césped y las bacterias azules submarinas Lyngbya majuscula tuvieron la tasa de absorción de biomasa unitaria más alta, mientras que la tasa de absorción de biomasa unitaria del coral Madracis mirabilis fue la más baja.
Al combinar la tasa de absorción de nutrientes con la biomasa de cada grupo funcional en el arrecife, estimamos que el amonio y el fosfato transportados durante el proceso de escorrentía son absorbidos principalmente por las algas filamentosas y dos algas grandes: la ophora de hojas manchadas y la Dictyota pulchella.
Nuestros resultados respaldan la hipótesis, que se suele presentar pero rara vez se comprueba, de que las algas herbáceas y las algas grandes oportunistas se benefician principalmente de los nutrientes que se proporcionan a los arrecifes de coral.
El estudio se realizó en primavera (marzo-junio).
En 2012 y 2013, el arrecife de borde de la boya "No. 0" en el sitio de investigación en el lado de sotavento de la isla de Curaço, sur del Caribe (12°7′29. 07″N, 68°58′22. 92″W; ).
La ubicación del estudio está a unos 500 m de la entrada de la Bahía de Piscadera (12°7′21. 42″N, 68°58′12. 52″W), una semi-
Las bahías cerradas y las que se encuentran en condiciones normales reciben nutrientes procedentes de vertidos de emergencia de residentes costeros y plantas de tratamiento de aguas residuales.
Durante nuestro estudio, observamos precipitaciones en la boya 0 aproximadamente cada segundo, tanto en 2012 como en 2013 (
La precipitación media es de 4,17 ± 0,61 y 4,64 ± 0,70 mm 24 h (± error estándar de la media), respectivamente.
En un estudio paralelo realizado en Den Haan, basado en mediciones de muestras de luz a profundidades de 5 y 20 m, se estimó la composición de la comunidad submarina de la boya 0.
En aguas poco profundas (5-2009 m de profundidad)
La comunidad submarina de la boya n.° 0 está compuesta principalmente por algas filamentosas (cobertura: 44%).
Playa Blanca (28%)
Intercalados con tapetes de bacterias azules en el fondo marino (11%), corales duros (7%)
Y algas grandes (6%; principalmente).
Es la especie de coral más abundante en estas aguas poco profundas, con una cobertura total del 2,5%.
Los asientos de bacterias azules son principalmente, y spp. ;
No observamos ningún colchón para las algas eugenésicas submarinas en el lugar del estudio.
En aguas profundas (20-2009 m de profundidad)
Comunidades submarinas compuestas por grandes algas (43%; principalmente y ), corales duros (
17%, de los cuales 1,3%), arena blanca (12%), algas de césped (10%)
Y la capa azul de bacterias (9%).
biomasa en pie (
G DW por metro en área de arrecife)
Las especies mencionadas anteriormente en los arrecifes de coral se calculan aumentando la cobertura en los arrecifes de coral (es decir,
Desde Den Haan)
Con el peso seco de su área unitaria, la "densidad de área" (
No confunda la densidad de población con nm).
La densidad de la superficie de la especie se define como la especie cuyo peso seco está cubierto en la superficie inferior de cada metro, teniendo en cuenta el mes-
La estructura de la vida en los arrecifes y caucíclidos.
Para estimar la densidad superficial de cada alga grande, tomamos 25 muestras (0,25 × 2009 m).
Parches de diferentes tamaños, spp. y .
A continuación, se recogen las algas de mayor tamaño del lado de la muestra, se limpian manualmente de los organismos y residuos adheridos y se secan a 60 °C durante al menos 3 días para determinar su peso seco.
Después de cuantificar su cobertura en el cuerpo de la muestra usando ImageJ, un factor de conversión asocia el peso seco de las algas con su cobertura en la foto.
Se pueden calcular cuatro grupos.
Al cortar 35 de las botellas de plástico incubadas en profundidad durante 6 semanas de 5 semanas y 20 µm, se obtuvo un factor de conversión similar para las algas del césped (
Para obtener más información sobre cómo recolectamos algas de césped, consulte el párrafo "Recolección biológica del fondo marino" a continuación.
Cada pieza se fotografía para medir la cobertura de algas del césped (
Similar al anterior)
Después, las algas del césped se rasparon del plástico y se congelaron.
Congelar y secar en la secadora Scanvac CoolSafe (
Ciencia B. Scala. V.
Yide, Países Bajos)
Determina su peso en seco.
Después de Jantzen, multiplicamos 1 por el peso seco de las algas del césped.
Teniendo en cuenta que la superficie real del arrecife de coral es más compleja en el terreno que la franja de plástico donde tomamos muestras de algas filamentosas.
Se recolectaron almohadillas bacterianas azules y depósitos adheridos de 10 0 muestras a profundidades de 5 y 20 µm. 01 o 0.
04 u2009 m colocado sobre la arena 100% cubierta de algas azules, con una jeringa Terumo de 50 ml (
Turumo, Europa (Lovaina, Bélgica).
Las bacterias azules están congeladas.
Congelar y secar con Scanvac CoolSafe.
Utilice el horno de cámara de reciclaje de aire para secar y quemar a 450 °C durante 4 horas (
Plástico de azufre, Linggu, Reino Unido)
Por lo tanto, su densidad facial se puede calcular en función de la diferencia de peso entre las muestras originales (
bacterias azules con partículas de sedimento)
Y muestras de quemaduras (
Solo partículas de sedimento).
La mayoría de las bacterias azules presentes en el cuerpo flotante número 0 se asientan sobre depósitos arenosos planos con una estructura bidimensional simple.
Para estimar la densidad superficial de los corales duros, primero estimamos la cobertura de todas las principales especies de coral a profundidades de 5 y 20 m utilizando CPCe, como se describe en el párrafo anterior.
Para cada coral identificado, multiplicamos su porcentaje de cobertura por 2-D a 3-
Coeficiente de conversión D (
Tabla 2 de Holmes)
Según la morfología de las especies de coral de interés, se obtiene la superficie del arrecife de coral por metro cuadrado para cada especie.
Luego multiplicamos los datos por una especie.
Coeficiente de conversión de superficie específica a biomasa proporcionado por Hardt (ver Tabla 5.1 en Hardt).
Obtén la biomasa de cada especie por metro de arrecife.
Tras resumir la morfología biológica de todas las principales especies de coral en la boya 0, se obtuvo la biomasa total de los arrecifes de coral por metro.
Finalmente, para obtener la densidad superficial de todos los corales duros, dividimos la biomasa total de coral por metro de arrecife de coral entre la cobertura total de todos los corales en los arrecifes de coral.
El agua se recoge a profundidades de 5, 10 y 20 CUCM, aproximadamente 10 cm por encima de la pendiente del arrecife, utilizando 5.
3 litros de tubos de ensayo de plexiglás.
Debido a que las mediciones anteriores muestran que la concentración de nutrientes disueltos en la boya 0 es uniforme en los 20 µm superiores de la columna de agua, pasaremos a profundidades de 5, 10 y 20 µm.
Posteriormente, se extrajeron tres muestras de agua de la mezcla de agua (
Longitud de la rama: aproximadamente 5 cm)
Seis tipos de algas grandes (spp. (
A tan solo 5 m de profundidad), , (
Solo 5 m de profundidad), (
A tan solo 20 metros de profundidad), , (
Solo 20 metros de profundidad))
Dos bacterias azules en el fondo marino (spp. (
Solo 5 m de profundidad) y ) y algas de césped.
Las algas filamentosas no se recolectan directamente de los arrecifes de coral porque rasparlas de la superficie de la roca puede dañar sus tejidos.
Por el contrario, las algas del césped crecen en el exterior de 1.
Botella de plástico cuadrada (
Fiji Water Company, California, Estados Unidos de América)
En 1 metro de jaulas con malla de gallinero (
Algas de césped de red 0,20±0,01; 5,78±0,37; spp. 0,46±0,06; 0,39±0,01; spp. 0,24±0,02; 0,34±0,01; spp. 0,48±0,05; 0,31±0,02.
Debido a que es un alga cálcica, su peso en seco es mayor que el de otras algas marinas.
Idealmente, imitaríamos las concentraciones de nutrientes que encontramos en la pluma de sedimentos del arrecife de coral ().
Sin embargo, cuando comenzamos nuestros experimentos de laboratorio, aún no teníamos datos nutricionales de la columna de sedimentos.
Así pues, elegimos los siguientes cinco tratamientos nutricionales (concentraciones finales):
Basado en el experimento inicial de nutrición de arrecifes de coral: (1) NH bajo (5u2009μM) y (2) NH alto (50u2009μM)
Se añade NHCl al agua de mar natural filtrada para su tratamiento; (3) alto NO (25-2009 μM)
Adición de nanotratamiento; (4) PO bajo (0,88 µM) y (5) PO alto (1,75 µM)
Tratamiento mediante la adición de KHPO.
Estas concentraciones de nutrientes reflejan al menos un aumento natural en las concentraciones de nutrientes durante el evento de escorrentía (por ejemplo,
, Lapointe y Costa con referencias).
Cada tratamiento nutricional, una base de datos nutricional (es decir,
Uno de los cinco tratamientos nutricionales mencionados anteriormente)
Está en un 25 diferente.
El mismo día se llevó a cabo el experimento de absorción de nutrientes de un litro de recipientes de plástico.
Utilizamos diez frascos de vidrio para procesar cada planta y cada nutriente.
Cada vez que realizamos un experimento de absorción de nutrientes, utilizamos solo una especie de 5 o 20 µm de profundidad y solo se aplicó uno de los cinco tratamientos de nutrientes (es decir,
Realizamos experimentos de absorción de nutrientes una vez al día.
Las especies que vamos a investigar están colocadas en 9 de los 10 frascos de vidrio (
N = rw9 para cada tratamiento nutricional)
El décimo tanque se utiliza como control para garantizar que la concentración de nutrientes se mantenga igual en ausencia de organismos submarinos.
Para los experimentos con algas de césped, se añadió una tira de plástico limpia al recipiente de vidrio de control para comprobar si el plástico que reproducen las algas afecta a la concentración de nutrientes en el frasco.
Dado que la concentración de nutrientes se mantuvo sin cambios en todos los controles, las variaciones observadas en la concentración de nutrientes durante el experimento se atribuyeron al organismo colocado en el recipiente.
Se colocan diez frascos de vidrio en un acuario grande (80x40x20 cm).
El nivel del agua en el acuario es demasiado bajo para que entre en el frasco, pero el agua de mar fresca en circulación garantiza que todas las muestras hayan pasado por temperaturas similares a las del arrecife de coral (27–29 °C).
Utilice Vibra para cada frasco; infle por separado.
Bomba de aire para acuario de 2 o 3 pulgadas (
Productos para mascotas Blue Ribbon, Nueva York, EE. UU.)
Equipado con 0.
Filtro de placa superior de 22 μm para minimizar la posible contaminación del aire.
Durante todo el experimento de absorción, el suave burbujeo del agua garantiza un movimiento constante del agua en el recipiente.
Los 10 focos de 50 vatios proporcionan una intensidad de luz constante de 200 μmol fotones ms utilizando LI-
Registrador de datos 1000 (LI-
Lincoln, Lincoln, Estados Unidos de América)
, lo cual es similar a las condiciones de luz medidas en nuestro lugar de estudio a una profundidad de 20 m en un día soleado.
Esta disponibilidad de luz es suficiente (casi).
Condiciones de luz saturada para todas las especies en nuestro estudio, excepto según la fotosíntesis.
Curva de radio (nu2009=u20095) hecha.
Por lo tanto, los diez puntos de luz utilizados en los experimentos de absorción de nutrientes en el laboratorio deberían proporcionar luz suficiente para la mayoría de los organismos recolectados a 5 y 20 metros de profundidad.
El coral es una excepción porque su tasa de fotosíntesis sigue aumentando casi linealmente con una irradiancia de 200 μ mol fotón ms y con una irradiancia alta por encima de 800 μ mol μ mol fotón m s.
Las tasas de absorción de NH y PO se determinaron mediante la reducción de las concentraciones de NH y PO en cada frasco a lo largo del tiempo. Este método...
El método denominado "método de rastreo" es un método sencillo y eficaz.
Se han establecido métodos para algas de gran tamaño, corales e incluso algas, con la ventaja de que la tasa de absorción se puede determinar rápidamente a diferentes concentraciones externas de nutrientes.
La primera muestra de agua se tomó antes de introducir el organismo en el frasco.
Tras añadir el organismo, se recogieron muestras de agua de 5 ml a intervalos de tiempo específicos.
En los experimentos de absorción de NH, se recogieron muestras de agua después de 10, 20, 30, 60 y 120 minutos.
En el experimento de ingesta de PO, se tomaron muestras de agua después de 10, 20, 30, 40, 50 y 60 minutos, y a menudo se alcanzó el límite de detección de PO en ese momento.
Se recogieron muestras de agua en experimentos de absorción de NH o PO y se filtraron inmediatamente a través de 0.
Filtro de placa superior estéril de 22 μm (
Pall, Nueva York, EE. UU.)
Envasado en viales de polietileno de 6 ml (
MA, PerkinElmer, Estados Unidos de América).
Según The Hommes y Murphy & Riley, el NH y el PO en las muestras de agua se analizaron inmediatamente utilizando el espectrómetro visual T60 (
Instrumentos Wibtoft PG, Reino Unido).
Al final del experimento de cultivo, enjuague rápidamente las algas y las bacterias azules con agua destilada y guárdelas en recipientes pre-
Pesar papel de aluminio a -20 °C
La muestra fue congelada.
Secar durante la noche en el congelador Scanvac CoolSafe (
Ciencia B. Scala. V.
Yide, Países Bajos)
Determina su peso en seco.
Según Hardt, el peso seco total de todos los tejidos vivos se aproxima a su superficie.
Tasa máxima de absorción de NH y PO (V)
La ingesta total por especie se basa en los primeros 10 minutos (es decir, tu2009−u2009t).
Y expresado en μmol g DW h.
V se calcula únicamente a partir de experimentos de absorción de nutrientes utilizando un tratamiento inicial de nutrientes elevado (es decir, 50 μM NH o 1,75 µM PO).
V de todas las especies estudiadas debido a la mayor persistencia de la concentración inicial de nutrientes.
En la isla de Kurasau, no tuvimos la oportunidad de medir la absorción de NO por luminosidad, ya que carecíamos de cadmio, cloruro de titanio y amoníaco necesarios para el análisis de reducción de NO.
Por lo tanto, la tasa de absorción de NO se determinó agregando el isótopo estable N al período de incubación de 2 u2009 h.
Al comienzo de cada incubación, 25 μm NaNO (
98 en %, Sigma Aldrich, Zwijndrecht, Países Bajos)
Se añadió a nueve tanques de vidrio que contenían organismos submarinos, mientras que el décimo tanque de vidrio se utilizó como control, incubando los organismos correspondientes sin añadir Nano.
La concentración de N de los organismos de control se utiliza como referencia para la concentración de N del fondo biológico (es decir,
, muestra de control).
Después de eclosionar durante 2 horas, el peso seco del coral, las algas y las bacterias azules fue similar a la estimación durante los experimentos de absorción de NH y PO (ver más arriba).
El contenido de ΔN del tejido de la muestra se determinó mediante espectrometría de masas de relación isotópica Finnigan Δplus térmica (Bremen, Alemania).
Analizador elemental Flash 1112 conectado a un instrumento Carlo Erba (Milán, Italia).
Muele las muestras de algas hasta convertirlas en polvo y transfiérelas a cápsulas de estaño (
Tamaño: 12x6x6 mm)
Dobladas en pequeñas bolas.
El NO puede ser absorbido por los corales, pero no por los animales.
Para analizar la tasa de absorción de NO en el coral por los gusanos de coral, se extrajo tejido de coral del esqueleto subyacente con un cepillo de dientes y se suspendió en un tubo de 15 ml que contenía agua de mar filtrada (Whatman GF/F).
Centrifugar dos veces en la centrífuga EBA 21 a 4000 rpm durante 20 minutos (
Bch, laboratorio hetich, Alemania)
Concentra el Cordyceps en el fondo del tubo de ensayo.
Trasladar el líquido del tubo y el filtro al filtro Whatman GF/F prefiltrado.
Utilice el horno de cámara de reciclaje de aire para quemar durante 4 horas a 450 °C (
Plástico de azufre, Linggu, Reino Unido)
Y conservar durante al menos 3 días a -20 °C antes de liofilizar.
Porque el filtro Whatman GF/F cargado con lombrices de hierba se envasa directamente en cápsulas de estaño y se pliega en pequeñas partículas. El polvo (
Algas y bacterias azules) o filtro (zooxantelas)
Pesando en cápsulas de estaño, su contenido de ΔN (en ‰)
Cuantificado como: donde es la relación isotópica N/N de la muestra, la relación isotópica del N atmosférico (es decir, u2009=u20090. 0036765).
Calibración de las mediciones de ΔN según el estándar de laboratorio de urea (δNu2009=u2009−40,81‰)
Y cetona (δNu2009=u20091, 3‰).
Sin tasa de absorción (
DW h en Mu mol N g)
El contenido de nitrógeno de cada especie se calcula de la siguiente manera: donde es el contenido de nitrógeno del tejido (en mmol N g DW)
, ¿Es el tiempo de incubación de 2 horas? ΔN es ΔN de N-
Muestras enriquecidas, ΔN es el ΔN de la muestra de control, que es la concentración atómica (at%).
Suministramos nitrógeno en el pulso de nitrato.
Calcula el V de NO dividiendo el V de la ecuación 2 entre dos horas y represéntalo en μmol g DW h
Tasa de absorción de NH y PO (V)
En función de la concentración de nutrientes en el medio.
Dado que la concentración de nutrientes cambió durante el experimento de absorción, optamos por utilizar tres puntos de tiempo continuos para calcular el promedio móvil de la concentración de nutrientes para suprimir el ruido medido en los datos de nutrientes (por ejemplo,
La concentración de nutrientes en T se calcula como ([t]+u2009[t]+u2009[t]/3).
Si el patrón de absorción de un organismo es bidireccional, la tasa inicial de absorción de nutrientes (captación rápida)
Los primeros 10 minutos del experimento fueron excluidos de este análisis.
Además, la tasa negativa de absorción de nutrientes (
(Obtenido cuando las concentraciones de nutrientes se incrementan ocasionalmente en experimentos de absorción)
También fue excluido del análisis.
Especies y nutrientes calculados
Las tasas de absorción específicas se utilizan para estimar cómo los diferentes miembros de la comunidad del arrecife de coral utilizan los nutrientes suministrados por el pulso de nutrientes de tipo cortina.
La absorción de nutrientes por las comunidades de arrecifes de coral compuestas por especies se puede describir mediante las siguientes ecuaciones diferenciales: donde es la concentración de nutrientes en la pluma de nutrientes, la cantidad total de nutrientes en la especie , (es la biomasa-
La tasa de absorción específica de nutrientes de la especie es una función de la concentración ambiental de nutrientes, la biomasa de la especie y la tasa a la que la concentración de nutrientes en la pluma se reduce a través de otros procesos (p. ej.
(Mezclado con agua de mar abierta, antinitrógeno).
Dado que no es factible medir la dinámica de absorción de nutrientes de todas las especies, asumimos que las tasas de absorción de nutrientes de todos los corales duros en nuestro sitio de estudio son representativas.
De manera similar, asumimos la tasa de absorción promedio de las especies.
Y representan la tasa de absorción de almohadillas bacterianas azules a 5 m de profundidad en nuestro sitio de investigación, y representan la tasa de absorción de almohadillas bacterianas azules a 20 m de profundidad (es decir, spp.
Esto no ocurrió a una profundidad de 5 CUCM en nuestro sitio de investigación).
Si la tasa de absorción de nutrientes de la especie depende linealmente de la concentración de nutrientes ambientales (es decir, ()=u2009)
Ecuaciones diferenciales (3)
Se puede solucionar reduciendo la concentración de nutrientes en el entorno temporal: donde es la concentración inicial de nutrientes en la pluma de nutrientes.
Cada especie que obtiene nutrientes es una ecuación adicional (5) en la ecuación (4).
Y la integración subsiguiente, que lleva a: donde es la cantidad inicial de nutrientes en el tejido de la especie. Ecuación (6)
Mostrar un pequeño porcentaje por especie /(Σu2009+u2009)
Nutrientes transmitidos por las legumbres.
Por lo tanto, las especies con mayor biomasa y/o mayores tasas de absorción de nutrientes recibirán una mayor proporción del aporte total de nutrientes.
Para nuestro sitio de investigación, se desconoce el tamaño de los parámetros.
Por lo tanto, no podemos estimar con precisión qué parte del nutriente en la pluma de sedimentos desaparece en mar abierto o es absorbida por el plancton.
Sin embargo, a partir de la tasa de absorción de nutrientes medida y la biomasa de las especies estudiadas, podemos calcular la fracción/σ, que indica la proporción de nutrientes absorbidos por los diferentes miembros de la comunidad de arrecifes de coral en nuestro sitio de investigación. Dos-
Muestra de pruebas de estudiantes (
Varianza igual) o pruebas de Welch (
(Para varianzas desiguales)
Se utiliza para comprobar si la concentración de nutrientes en el agua de mar normal después de fuertes lluvias es diferente de la que se encuentra en la pluma de sedimentos.
Solicitamos dos.
Prueba la tasa máxima de absorción de nutrientes (V)
Diferentes especies y diferentes profundidades
Origen de las especies (es decir,
Para estudiar el efecto de la profundidad sobre V, solo incluimos criaturas encontradas a profundidades de 5 y 20 m en arrecifes.
Los datos son logaritmo
Si esto mejora la uniformidad de la varianza, se convierte, como se comprueba mediante la prueba de Levene. Post-
La comparación especial de estas medias se basa en la prueba HSD de Tukey utilizando un nivel de significancia (α) de 0,05.
La tasa de absorción de nutrientes puede seguir un patrón bidireccional, es decir, la mayor absorción de nutrientes después del aporte inicial, para luego pasar a una tasa de absorción más baja.
Comprobamos la presencia de este patrón bipolar determinando la tasa de absorción nutricional de los primeros 10 minutos del experimento (intervalo de tiempo t).
Significativamente superior a la tasa de absorción en los próximos 10 minutos (intervalo de tiempo t).
Utilizando pruebas de muestras pareadas.
Se utilizó la regresión lineal para comprobar si la tasa de absorción de nutrientes aumentaba significativamente a medida que aumentaba la concentración ambiental de nutrientes.
Utilizando la prueba de Shapiro-Wilk (αu2009=u20090. 05) para evaluar la normalidad y la varianza de los valores residuales en el análisis de regresión.
Mediante inspección visual del residuo respectivamente. El Shapiro-
La prueba de Wilk demuestra que la distribución de los valores residuales se ajusta al supuesto de normalidad en casi todos los casos.
La única excepción es la tasa de absorción de PO, y todos los puntos de datos están cerca de la línea de regresión excepto uno ().
La prueba normal se superó cuando se eliminó este dato, pero decidimos conservarlo porque la regresión lineal suele ser muy robusta ante desviaciones de la normalidad, y no hay ninguna razón clara para eliminar este dato en particular como un punto excepcional.
La inspección visual mostró que la mayoría de los valores residuales eran consistentes con el supuesto consensuado de regresión lineal, pero con el aumento en la concentración de NH y el aumento en el tamaño de los valores residuales de las algas del césped ().
Sin embargo, no cambiamos la tasa de absorción de NH con algas de césped para aumentar la homogeneidad, porque otras regresiones en y no muestran signos de varianza, preferimos aplicar el mismo análisis estadístico a todas las especies.